Investigadores de la Universidad de Harvard en cooperación con la Universidad Regional Amazónica Ikiam y el Centro Jambatu de Investigación y Conservación de Anfibios de la Fundación Otonga develaron detalles de la producción de toxinas en las ranas diablito del noroccidente de Ecuador. Sus descubrimientos acaban de ser publicados en la revista indexada Journal of Chemical Ecology.
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Ant and Mite Diversity Drives Toxin Variation in the Little Devil Poison Frog
Jenna R. McGugan1 & Gary D. Byrd2 & Alexandre B. Roland1 & Stephanie N. Caty1 & Nisha Kabir3 & Elicio E. Tapia4 & Sunia A. Trauger2 & Luis A. Coloma4,5 & Lauren A. O’Connell1
1
Center for Systems Biology, Harvard University, Cambridge, MA 02138, USA
2
Small Molecule Mass Spectrometry Facility, Harvard University, Cambridge, MA 02138, USA
3
Cambridge Rindge and Latin High School, Cambridge, MA 02138, USA
4
Centro Jambatu de Investigación y Conservación de Anfibios, Fundación Otonga, Quito, Ecuador
5 Ikiam, Universidad Regional Amazónica, Muyuna, Tena, Ecuador
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| Oophaga sylvatica © Luis A. Coloma, Centro Jambatu |
Resumen
Las ranas venenosas obtienen
sus defensas químicas de artrópodos, aunque los detalles de cómo la diversidad
de artrópodos contribuye a la variación de las toxinas de ranas venenosas ha
sido poco clara. Caracterizamos los perfiles de alcaloides en la rana venenosa
diablito, Oophaga sylvatica
(Dendrobatidae) de tres poblaciones del noroccidente de Ecuador. Mediante el
uso de espectrometría de masas/cromatografía de gases identificamos histrionicotoxinas,
3,5- y 5,8- indolizidines disustituidas, decahydroquinolinas y lehmizidinas
como los alcaloides primarios tóxicos en estas poblaciones de O. sylvatica. La composición de
alcaloides en la piel de las ranas varió a lo largo de un gradiente geográfico
siguiendo la distribución de la población, según un análisis de componentes
principales. También caracterizamos la diversidad de artrópodos obtenidos de
los contenidos de los estómagos de las ranas y confirmamos que O. sylvatica se especializa en hormigas
y ácaros. Para probar la hipótesis de que la variabilidad de toxinas en ranas
venenosas refleja la diversidad de especies y química de los artrópodos, (1) utilizamos
la secuencia de citocromo oxidasa 1 para identificar a cada presa, y (2) utilizamos
cromatografía líquida/espectrometría de masas para obtener el perfil químico de
las hormigas y ácaros comidos. Se identificaron 45 hormigas y 9 ácaros en los
estómagos de las ranas, incluyendo varias especies aún no descritas para la
ciencia. También se evidenció que los perfiles químicos de las hormigas y
ácaros que se consumen se agrupan según la población de ranas, lo que sugiere que
diferentes poblaciones de ranas tienen acceso a presas químicamente diferentes.
Por último, mediante la comparación de los perfiles químicos de las pieles de
las ranas y las presas aisladas, rastreamos la fuente de artrópodos de cuatro
alcaloides en ranas venenosas, incluyendo indolizidinas 3,5- y 5,8-disustituidas
y el alcaloide lehmizidina. En conjunto, los datos muestran que la variabilidad
de toxinas en O. sylvatica reflejan
la diversidad química de sus presas artrópodos.
Abstract
Poison frogs sequester chemical defenses from arthropod prey,
although the details of how arthropod diversity contributes to variation in
poison frog toxins remains unclear. We characterized skin alkaloid profiles in
the Little Devil poison frog, Oophaga
sylvatica (Dendrobatidae), across three populations in northwestern
Ecuador. Using gas chromatography/mass spectrometry, we identified
histrionicotoxins, 3,5- and 5,8-disubstituted indolizidines,
decahydroquinolines, and lehmizidines as the primary alkaloid toxins in these O. sylvatica populations. Frog skin alkaloid
composition varied along a geographical gradient following population
distribution in a principal component analysis. We also characterized diversity
in arthropods isolated from frog stomach contents and confirmed that O. sylvatica specialize on ants and
mites. To test the hypothesis that poison frog toxin variability reflects
species and chemical diversity in arthropod prey, we (1) used sequencing of
cytochrome oxidase 1 to identify individual prey specimens, and (2) used liquid
chromatography/mass spectrometry to chemically profile consumed ants and mites.
We identified 45 ants and 9 mites in frog stomachs, including several
undescribed species. We also showed that chemical profiles of consumed ants and
mites cluster by frog population, suggesting different frog populations have
access to chemically distinct prey. Finally, by comparing chemical profiles of
frog skin and isolated prey items, we traced the arthropod source of four
poison frog alkaloids, including 3,5- and 5,8-disubstituted indolizidines and a
lehmizidine alkaloid. Together, the data show that toxin variability in O. sylvatica reflects chemical diversity
in arthropod prey.
